Серьезную проблему для гигиенической оценки современных текстильных изделий представляют текстильно-вспомогательные вещества, основным компонентом которых является формальдегид. В работе представлены результаты по определению безопасности текстильных тканей и изделий с помощью биологических моделей. Установлено, что формальдегид, содержащийся в текстильных изделиях российских производителей, не оказывают дестабилизирующего действия на мембраны эритроцитов. Однако эти же концентрации являются токсичными для водных обитателей, в частности для хлореллы, с помощью которой определяют токсичность водных проб. 
Забродина З.А., Давыдова В.А. Оценка безопасности современных текстильных изделий // Бюллетень медицинских Интернет-конференций, Vol. 2, Issue 4, 2012, pp. 212-216

Опубликовано: Биология моря. [ISSN 0134-3475] 2005, Том 31, Номер 4 Страницы 274-279; http://elibrary.ru/item.asp?id=8971213 http://eps.dvo.ru/bm/2005/4/pdf/bm-274-279.pdf УДК 576.8:582.26 Dunaliella salina (Chlorophyta) как тест-объект для оценки загрязнения морской среды детергентами. © 2005 г. Ж. В. Маркина, Н. А. Айздайчер http://eps.dvo.ru/g_journals/bm/2005/4/txt/bm-274-279.txt Институт биологии моря ДВО РАН, Владивосток 690041 e-mail: inmarbio@mail.primorye.ru Статья принята к печати 30.06.2004 г. Исследованы динамика численности микроводоросли Dunaliella salina в растворах додецилсульфата натрия (ДСН), содержащих 0.1, 1 и 10 мг/л детергента, в зависимости от возраста маточной культуры, численности клеток, времени внесения токсиканта в среду с культурой, а также продукция кислорода как показатель функционального состояния дуналиеллы. Установлены параметры, при которых использование данного тест-объекта позволяет получить более точную информацию о качестве среды и токсичности веществ. Показано, что ДСН в концентрации 0.1 и 1 мг/л не оказывает существенного влияния на рост микроводоросли; ингибирующее действие отмечено при содержании токсиканта 10 мг/л. Ключевые слова: биотестирование, микроводоросли, Dunaliella salina, детергенты, додецилсульфат натрия, продукция кислорода. Markina Zh. V., Aizdaicher N. A. Dunaliella salina (Chlorophyta) as a test organism for evaluation of detergent pollution of marine environment. - Russian Journal of Marine Biology [=Biologiya Morya; MAIK Nauka/Interperiodica distributed by Springer Science+Business Media LLC]. ISSN 1063-0740 (Print) 1608-3377 (Online); DOI 10.1007/s11179-005-0078-6] 2005 (July). Volume 31, Number 4, p. 232-237; (Institute of Marine Biology, Far East Branch, Russian Academy of Sciences, Vladivostok, 960041); http://www.springerlink.com/content/r512q7730v150187/; The dynamics of microalga Dunaliella salina population in sodium dodecylsulfate (SDS) solutions (0.1, 1, and 10 mg/liter) were studied in relation to stock culture stage, cells number, time of addition of detergent to culture, and oxygen production by microalga. The optimal parameters for toxicological testing with this microalga were defined. SDS in concentrations of 0.1 and 1 mg/liter exerted no significant effect on the growth of the microalga; suppression effect was observed at a concentration of 10 mg/liter. (Biologiya Morya, Vladivostok, 2005, vol. 31, no. 4, pp. 274-279). Key words: biotesting, microalgae, Dunaliella salina, detergents, sodium dodecylsulfate, oxygen production. Синтетические поверхностно-активные вещества (СПАВ), или детергенты, используются во многих отраслях промышленности и в быту. Основная опасность загрязнения детергентами заключается в их воздействии на водные экосистемы в целом. В первую очередь это обусловлено влиянием СПАВ на микроводоросли, которые находятся, как правило, на первом трофическом уровне и являются основными поставщиками кислорода в водоемы. Данные загрязняющие вещества способствуют уменьшению или увеличению первичной продукции и приводят к нарушению структуры сообщества (Эколого-токсикологические?, 1985). Детальные исследования влияния СПАВ на организмы необходимы, поскольку поступление детергентов в морские экосистемы постоянно увеличивается (Davis, Gloyna, 1969; Lewis, 1991; Belanger et al., 2002) и их предельно-допустимые концентрации (ПДК) нередко превышены. В Японском море к таким районам можно отнести бухты Находка - 52 ПДК, Врангеля - 21 ПДК и Козьмино - 18.7 ПДК (Наумов, Найденко, 1995). Воздействие СПАВ изучается на широком спектре организмов - от бактерий до теплокровных животных, в том числе и на одноклеточных водорослях (Патин, 1979; Остроумов, 2000). В подавляющем большинстве случаев действие детергентов исследовали на пресноводных микроводорослях (Ленова и др., 1980; Липницкая и др., 1989; Остроумов и др., 1990; Остроумов, Вастернак, 1991; Паршикова и др., 1994; Паршикова, 2003). Экспериментальные работы, анализирующие действие детергентов на микроводоросли, посвящены в основном влиянию синтетических моющих средств на численность клеток и их функциональную активность (Патин, 1979; Вастернак, Остроумов, 1990; Христофорова и др., 1996; Айздайчер и др., 1999). Кроме поверхностно-активного вещества детергенты содержат различные добавки, усиливающие их моющие качества. Так, обязательным компонентом СПАВ являются фосфаты, которые, как известно, способствуют росту численности микроводорослей (Саут, Уиттик, 1990; Небел, 1993; Христофорова, 1999). Работ, исследующих влияние детергентов без усиливающих добавок, крайне мало (Ленова и др., 1980; Максимов и др., 1988; Паршикова и др., 1994). Действие СПАВ на морские микроводоросли практически не изучено (Doig, Martin, 1974; Kutt, Martin, 1974; Фишер и др., 1996). В связи с вышеизложенным определена цель нашей работы - изучение влияния модельного поверхностно-активного вещества - додецилсульфата натрия (ДСН) на рост морской микроводоросли Dunaliella salina. Задачей работы являлось исследование следующих параметров: возраста маточной культуры, численности клеток, времени внесения токсиканта в культуральную среду, а также определение продукции кислорода в присутствии изучаемого токсиканта. Материал и методика Объектом изучения служила одноклеточная зеленая водоросль Dunaliella salina Teod. (Chlorophyta). Длина клеток - 5-29 мкм, ширина - 3.8-20.3 мкм. Клетки одиночные, форма клеток яйцевидная или грушевидная. Данная микроводоросль - широко распространенный, легко культивируемый вид, обитающий в морях и соленых озерах (Масюк, 1973). Культуру водоросли выращивали на питательной среде Гольдберга (Кабанова, 1961), приготовленной на основе фильтрованной и пастеризованной морской воды соленостью 32?. Соленость определяли с помощью солемера ГМ-65. Освещение люминесцентными лампами составляло 3000-3500 лк на поверхности колб при светотемновом периоде 12 ч свет : 12 ч темнота. Водоросли культивировали при температуре 20 ? 2 С. Подбор условий культивирования отработан ранее одним из авторов (Айздайчер, 1987). Эксперименты проводили в конических колбах Эрленмейера с объемом культуральной среды 100 мл. Культуры перемешивали 1-2 раза в сутки. Образцы для подсчета клеток отбирали после тщательного перемешивания в одно и то же время - через 1-2 ч после окончания темнового периода. В экспериментах использовали ДСН производства фирмы "Serva" (Германия) в концентрации 0.1, 1 и 10 мг/л. Уровень содержания 0.1 мг/л СПАВ соответствует ПДК для рыбохозяйственных водоемов в России (Перечень?, 1995). Для посева брали культуру, находящуюся в экспоненциальной фазе роста (в возрасте 4-5 сут). Для изучения эффекта действия ДСН в зависимости от возраста маточной культуры использовали культуры микроводоросли двух возрастов: 4-5 сут (экспоненциальная фаза роста) и 30 сут (стационарная фаза роста), т.е. изучали молодую и зрелую культуры. Длительность экспозиции в опытах - 14 сут. Действие ДСН оценивали по изменению численности микроводорослей. Опыты проводили в трех повторностях. Для каждой повторности подсчитывали клетки в четырех камерах Горяева на 1, 2, 3, 4, 7, 10 и 14-е сут. Контролем (100%) служила суспензия водорослей, выращенная в среде без ДСН. Полученные данные обрабатывали методами вариационной статистики (Лакин, 1973). Доверительные интервалы соответствуют 95% уровню значимости. При определении эффекта действия ДСН в зависимости от возраста маточной культуры плотность ее засева составляла 12 * 104 кл/мл, от концентрации клеток и времени добавления токсиканта - соответственно 4 * 104 и 12 * 104 кл/мл; при определении продукции кислорода в зависимости от концентрации ДСН - 4 * 104 кл/мл. Опыты проводили в два этапа. На первом этапе исследовали влияние ДСН на динамику численности клеток микроводоросли в зависимости от различных параметров биотестирования: возраста маточной культуры, времени внесения токсиканта в культуру, начальной концентрации клеток в суспензии. На втором этапе изучали продукцию кислорода D. sa?li?na при разной концентрации ДСН. Водоросли в данном случае экспонировали в кислородных склянках. Количество кислорода измеряли на 2, 4, 7 и 14-е сут. В начале опыта определяли содержание кислорода в среде без суспензии микроводорослей. В трех склянках кислород фиксировали сразу после заполнения их суспензией микроводорослей (для определения его исходного содержания), остальные экспонировали при постоянных условиях. Для фиксации и определения содержания кислорода использовали стандартные методики (Методы?, 1975). Результаты Первый этап Изменение численности клеток Dunaliella salina в зависимости от возраста маточной культуры при разной концентрации детергента исследовали на культуре, отобранной из маточной в экспоненциальной (культура 1) и стационарной (культура 2) фазах роста. Через 2 сут после начала экспозиции концентрация 0.1 мг/л ДСН стимулировала рост культуры 1 на 143%, при продолжении опыта число клеток достоверно не отличалось от их количества в контроле (табл. 1). В культуре 2 на протяжении всего опыта достоверных изменений в динамике численности клеток не отмечено. При добавлении в среду 1 мг/л ДСН в культуре 1 часть клеток прикреплялась ко дну, а остальные образовывали конгломераты в виде хлопьев, однако количество клеток достоверно не отличалось от контроля. В культуре 2 при данной концентрации детергента численность клеток достоверно не отличалась от контрольной, клетки были подвижными. Иная картина наблюдалась при увеличении концентрации ДСН в среде до 10 мг/л. В этом случае количество клеток снижалось, и на 2-е сут в культуре 1 оно составило 25%, в культуре 2 - 47% по сравнению с контролем. В обоих случаях численность клеток начинала восстанавливаться на 3-и сут, но в культуре 1 их количество сравнялось с таковым в контроле только на 14-е сут, суспензия выглядела заметно обесцвеченной; в культуре 2 численность клеток достигла уровня контроля уже на 7-е сут, причем суспензия имела здоровый вид. Таким образом, наиболее чувствительной к действию ДСН оказалась культура, отобранная из маточной в экспоненциальной фазе роста. В опытах с разной концентрацией клеток установлено, что при начальной концентрации 12 * 104 кл/мл и содержании токсиканта в среде 0.1 и 1 мг/л количество клеток по сравнению с контролем увеличилось в первые сутки до 234 и 222% соответственно (рис. 1, 2). В дальнейшем численность клеток достоверно не отличалась от контрольной (рис. 1). Концентрация токсиканта 10 мг/л ингибировала рост микроводоросли, и на 2-е сут наблюдалось максимальное снижение численности клеток - до 20%. При увеличении времени экспозиции численность клеток начинала восстанавливаться, и на 14-е сут их количество достигло 80% от такового в контроле. При начальной концентрации 4 * 104 кл/мл и содержании детергента 0.1 и 1 мг/л численность клеток также достоверно не изменялась по сравнению с таковой в контроле (рис. 2). При концентрации ДСН 10 мг/л наблюдалось замедление роста культуры. Необходимо отметить, что при данной исходной концентрации клеток происходило их прикрепление к стенкам колбы в течение всего опыта. Следует обратить внимание на особенность восстановления численности клеток в культуре при разной начальной концентрации клеток в растворе ДСН с уровнем содержания 10 мг/л. При исходной концентрации 4 * 104 кл/мл численность клеток восстанавливалась быстрее, чем при концентрации 12 * 104 кл/мл: на 7-е сут численность клеток составила 61 и 37% соответственно. Следовательно, при большей исходной плотности клеток восстановление культуры происходит медленнее, чем при меньшей. Особого внимания заслуживает состояние популяции D. salina, экспонируемой в растворах с ДСН, в зависимости от времени его добавления при разной исходной концентрации клеток. Добавление 0.1 и 1 мг/л ДСН на 4-е сут опыта не оказывало влияния на динамику численности клеток с начальной концентрацией 12 * 104 кл/мл (табл. 2). Высокое содержание токсиканта также не влияло на количество клеток D. salina, которое в течение опыта достоверно не отличалось от контрольного. Внесение ДСН в культуру с начальной концентрацией 4 * 104 кл/мл на 4-е сут опыта не сказывалось на численности клеток микроводоросли при концентрации детергента 0.1 и 1 мг/л (табл. 2). Заметный ингибирующий эффект наблюдался при увеличении концентрации ДСН до 10 мг/л. В этом случае на 7-е сут количество клеток в суспензии снижалось до 65% от контрольного. К концу опыта численность клеток достигла контрольной. Таким образом, при добавлении 10 мг/л ДСН в день постановки опыта наблюдалось угнетение роста численности клеток, чего не отмечено при добавлении токсиканта на 4-е сут опыта (рис. 1, табл. 2). Второй этап Изучение продукции кислорода D. salina при разной концентрации ДСН показало, что содержание в среде 0.1 мг/л ДСН не вызывало ее достоверных отклонений от контроля (рис. 3). Концентрации ДСН 1 и 10 мг/л стимулировали продукцию кислорода на 7-е сут экспозиции, которая составила 14.8 и 19.9 мг/л соответственно. К концу опыта продукция кислорода при всех концентрациях ДСН не отличалась от таковой в контроле. Обсуждение Проведенные нами исследования показали, что клетки микроводоросли Dunaliella salina, отобранные из маточной культуры в экспоненциальной фазе роста, оказались наиболее чувствительными к воздействию детергента (табл. 1). Известно, что в зависимости от фазы роста клетки характеризуются неодинаковой интенсивностью синтеза белка, РНК и ДНК и, как результат, обладают разной резистентностью к действию токсиканта (Божков, 1999). Вероятно, устойчивость клеток обусловлена изменением состава экзометаболитов микроводорослей, который зависит от возраста культуры. На синезеленых и зеленых пресноводных микроводорослях показано, что в экспоненциальной фазе роста наблюдается наибольшая интенсивность экскреции алифатических карбоновых кислот, составляющих более 70% выделений (Сакевич, Хамар, 1997). В стационарной фазе роста источником экзогенных органических соединений служат продукты автолиза отмерших клеток (Шнюкова, 2002). Кроме того, сообщения ряда авторов (Fogg, 1966; Зимина, Сазыкина, 1987) свидетельствуют о том, что увеличение численности клеток возможно лишь при определенной концентрации метаболитов микроводорослей во внешней среде. Согласно данной концепции, метаболиты регулируют численность клеток и, следовательно, влияют на формирование популяции, включая ее отклик на воздействие внешней среды. В сформированной популяции даже действие токсиканта не приводит к массовой элиминации клеток, как это происходит в молодой культуре, поскольку устойчивость популяции увеличивается в 10-100 раз (Гапочка, Шавырина, 1999). Как показано в наших экспериментах, добавление ДСН в концентрации 10 мг/л на 4-е сут экспозиции не вызывало такой резкой реакции микроводоросли, как внесение детергента в начале опыта (табл. 2, рис. 1). Согласно нашим исследованиям, ДСН в концентрации 0.1 и 1 мг/л не оказывал существенного влияния на динамику численности D. salina, однако концентрация токсиканта 10 мг/л ингибировала рост культуры. Негативное действие данной концентрации ДСН выражалось в появлении 4-7-суточной лаг-фазы практически во всех опытах (табл. 1, рис. 1). Известно, что при длительном внешнем воздействии токсиканта на клетки микроводоросли происходит переключение клеточного метаболизма на синтез и интенсивное выделение во внешнюю среду метаболитов, что приводит к истощению клеток и способствует задержке развития популяции (Зимина, Сазыкина, 1987). При токсическом воздействии лаг-фаза может быть необходима для адаптации водорослей к изменившимся условиям (Гапочка и др., 1987). Клетки D. salina покрыты тонкой оболочкой - плазмалеммой, очевидно наиболее подверженной действию токсиканта. Так, по данным Льюиса (Lewis, 1990), присутствующий в среде детергент денатурирует белки клеточной стенки, в результате чего увеличивается ее проницаемость для гидрофобных радикалов детергентов, проникающих в клетку. Высокая чувствительность D. salina к ДСН, возможно, обусловлена повышенным содержанием в ней жиров (6.4% сухой массы клетки), которое сравнимо с концентрацией жиров у наиболее богатых ими диатомовых водорослей (Масюк, 1973). Вероятно, вследствие воздействия детергента на липиды присутствие ДСН в концентрации 10 мг/л сказывается на жизнеспособности D. salina, вызывая обесцвечивание клеток и уменьшение их численности (рис. 1, 2). В наших экспериментах установлено, что концентрация ДСН 0.1 мг/л не влияла на продукцию кислорода D. salina. Содержание в среде ДСН, равное 1 мг/л, стимулировало выработку кислорода на 7-е сут, однако численность клеток не отличалась от контрольной (рис. 3). Сходные данные получены при исследовании влияния СПАВ на Synechocystis aquatilis: начало торможения фотосинтеза наблюдалось при концентрации детергента ЭПН-5 100 мг/л, а снижение общей численности клеток - при 500 мг/л (Кравченко, Гапочка, 1976). Таким образом, изменение продукции кислорода D. salina наблюдается при более низких концентрациях ДСН, чем снижение численности клеток в ее популяции. Добавление ДСН в концентрации 10 мг/л вызывало увеличение продукции кислорода микроводорослями на 7-е сут экспозиции, что связано с восстановлением численности клеток к этому времени (рис. 2, 3). Известно, что наибольший уровень фотосинтеза наблюдается, как правило, в 1-5-е сут экспозиции (в экспоненциальной фазе роста) культуры, выращенной без токсикантов (Сакевич, Хамар, 1997). Начало экспоненциальной фазы роста популяции D. salina при концентрации ДСН 10 мг/л приходится примерно на 7-е сут, когда наблюдается самое высокое содержание кислорода в воде. Известно также, что прочность хлорофилл-белково-липидного комплекса при концентрации ДСН 10 мг/л уменьшается, в связи с чем происходит накопление менее прочно связанного хлорофилла, подверженного более интенсивному разложению на свету (Липницкая, Паршикова, 1992), вследствие этого количество произведенного кислорода снижается, что отмечено и в нашем опыте. Таким образом, показано, что для получения достоверных и репрезентативных результатов биотестирования необходимо: 1) использовать маточную культуру микроводоросли в экспоненциальной фазе роста, 2) добавлять токсикант в начале опыта и 3) использовать низкую начальную концентрацию клеток. СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ Айздайчер Н.А. Жизнеспособность морских микроводорослей в зависимости от условий хранения: Дис. ? канд. биол. наук. Владивосток. 1987. 147 с. Айздайчер Н.А., Малынова С.И., Христофорова Н.К. Влияние детергентов на рост микроводорослей // Биол. моря. 1999. Т. 25, ? 3. С. 234-238. Божков А.И. Ограничения в использовании водорослей как объектов биохимических исследований и экотоксикологического тестирования // Альгология. 1999. Т. 9, ? 2. С. 18. Вастернак К., Остроумов С.А. Воздействие загрязнения водной среды СМС Био-С на эвглену // Гидробиол. журн. 1990. Т. 26, ? 6. С. 78-79. Гапочка Л.Д., Веселаго И.А., Левина М.З. Адаптивные реакции популяций водорослей на воздействие токсических веществ // Биол. науки. 1987. ? 3. С. 74-80. Гапочка Л.Д., Шавырина О.Б. Популяционные аспекты устойчивости микроводорослей к токсическим воздействиям // Альгология. 1999. Т. 9, ? 2. С. 31. Зимина Л.М., Сазыкина Т.Г. Выделение экзометаболитов микроводорослями как механизм регуляции плотности популяции // Гидробиол. журн. 1987. Т. 23, ? 4. С. 50-55. Кабанова Ю.Г. О культивировании в лабораторных условиях морских планктонных диатомовых и перидиниевых водорослей // Тр. ИО АН СССР. 1961. Т. 47. С. 203-216. Кравченко М.Е., Гапочка Л.Д. О токсическом действии детергентов на культуру Synechocystis aquatilis // Вестн. МГУ. Сер. биол. 1976. ? 4. С. 73-77. Лакин Г.Ф. Биометрия. М.: Высшая школа. 1973. 343 с. Ленова Л.И., Ставская С.С., Ратушная М.Я. Влияние додецилсульфата натрия на одноклеточные зеленые водоросли рода Chlorella // Гидробиол. журн. 1980. Т. 16, ? 3. С. 83-87. Липницкая Г.П., Паршикова Т.В. Изменения в прочности хлорофилл-белково-липидного комплекса под влиянием поверхностно-активных веществ // Гидробиол. журн. 1992. Т. 28, ? 6. С. 60-67. Липницкая Г.П., Паршикова Т.В., Топалова Е.К. Влияние хлорного додецилсульфата натрия на рост хлореллы и макроцистиса в культуре // Гидробиол. журн. 1989. Т. 25, ? 2. С. 63-66. Максимов В.Н., Нагель Х., Ковалева Т.Н., Остроумов С.А. Биотестирование вод, загрязненных сульфонолом // Вод. ресурсы. 1988. ? 1. С. 165-168. Масюк Н.П. Морфология, систематика, экология, географическое распространение рода Dunaliella Teod. Киев: Наукова думка. 1973. 241 с. Методы физиолого-биохимического исследования водорослей в гидробиологической практике. Киев: Наукова думка. 1975. 247 с. Наумов Ю.А., Найденко Т.Х. Экологическое состояние залива Находка // Изв. ТИНРО. 1997. Т. 122. С. 524-537. Небел Б. Наука об окружающей среде. Как устроен мир. М.: Мир. 1993. Т. 1. 420 с. Остроумов С.А. Биологические эффекты поверхностно-ак?тив?ных веществ в связи с антропогенными воздействи?я?ми на биосферу. М.: МАКС Пресс. 2000. 166 с. Остроумов С.А., Борисова Е.В., Ленова Л.И., Максимов В.Н. Воз?действие сульфонола на культуру водоросли Du?na?li?el?la asymmetrica и проростки Fagopyrum esculentum // Гидробиол. журн. 1990. Т. 26, № 2. С. 99-101. Остроумов С.А., Вастернак К. Реагирование фотоорганотрофно растущих зеленых жгутиковых на загрязнение водной среды СМС "Кристалл" // Вестн. МГУ. Сер. биол. 1991. № 2. С. 67-69. Патин С.А. Влияние загрязнения на биологические ресурсы и продуктивность Мирового океана. М.: Пищ. пром-сть. 1979. 303 с. Паршикова Т.В. Участие поверхностно-активных веществ в регулировании развития микроскопических водорослей // Гидробиол. журн. 2003. Т. 39, ? 1. С. 64-70. Паршикова Т.В., Веселовский В.В., Веселова Т.В., Дмитриева А.Г. Влияние поверхностно-активных веществ на функционирование фотосинтетического аппарата хлореллы // Альгология. 1994. Т. 4, ? 1. С. 38-46. Перечень предельно допустимых концентраций и ориентировочно безопасных уровней воздействия вредных веществ для воды рыбохозяйственных водоемов. М.: Роскомрыболовство, Мединор. 1995. 220 с. Сакевич А.И., Хамар И.С. Изменчивость функциональной активности и состава внеклеточных карбоновых кислот некоторых видов водорослей // Альгология. 1997. Т. 7, ? 2. С. 115-125. Саут Г., Уиттик А. Основы альгологии. М.: Мир. 1990. 597 с. Фишер Н., Маертц-Унте М., Остроумов С.А. Воздействие ПАВ на морские диатомовые водоросли // Изв. РАН. Сер. биол. 1996. № 1. С. 91-95. Христофорова Н.К. Основы экологии. Владивосток: Дальнаука. 1999. 516 с. Христофорова Н.К., Айздайчер Н.А., Березовская О.Ю. Действие ионов меди и детергента на зеленые микроводоросли Dunaliella tertiolecta и Platymonas sp. // Биол. моря. 1996. Т. 22, ? 2. С. 114-119. Шнюкова Е.И. Экзополисахариды Cyanophyta // Альгология. 2002. Т. 12, ? 1. С. 34-38. Эколого-токсикологические аспекты загрязнения морской среды. Л.: Гидрометеоиздат. 1985. 116 с. Belanger S.E., Bowling J.W., Lee D.M. et al. Integration of aquatic fate and ecological responses to linear alkyl benzene sulfonate (LAS) in model stream ecosystems // Ecotoxicol. Environ. Safety. 2002. Vol. 52. P. 150-171. Davis E.M., Gloyna E.F. The role of algae in degrading detergent surface active agents // J. WPCF. 1969. Vol. 41, no. 8. P. 1494-1504. Doig M.T. III, Martin D.F. The response of Gymnodinium breve to municipal waste materials // Mar. Biol. 1974. Vol. 24. P. 223-228. Fogg G.E. Algal cultures and phytoplankton ecology. Madison: Univ. of Wisconsin Press. 1966. 104 p. Kutt E.C., Martin D.F. Effect of selected surfactants on the growth characteristics of Gymnodinium breve // Mar. Biol. 1974. Vol. 28. P. 253-259. Lewis M.A. Chronic toxicities of surfactants and detergents builders to algae: a review and risk assessment // Ecotoxicol. Environ. Safety. 1990. Vol. 20. P. 123-140. Lewis M.A. Chronic and sublethal toxicities of surfactants to aquatic animals: a review and risk assessment // Wat. Res. 1991. Vol. 125, no. 1. P. 101-113.
Dunaliella salina (Chlorophyta) как тест-объект для оценки загрязнения морской среды детергентами. Ж. В. Маркина, Н. А. Айздайчер. Биология моря. [ISSN 0134-3475] 2005, Том 31, Номер 4 Страницы 274-279;